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Effet de l'augmentation de la concentration extracellulaire de Na+ sur la tension de repos et probabilité d'apparition d'un potentiel d'action


Si vous augmentez la concentration extracellulaire de Na+, comment cela affectera-t-il la tension au repos et la probabilité qu'un potentiel d'action se produise ?

Veuillez expliquer en utilisant l'équation de tension de Goldman-Hodgkin-Katz si vous avez cette compréhension. Je peux généralement comprendre les fonctions et les relations mathématiques.

Je suppose que la membrane deviendra plus hyperpolarisée et que la probabilité d'un potentiel d'action diminuera. J'ai lu certains expliquent le contraire et j'aimerais avoir de l'aide pour confirmer ou infirmer ma compréhension actuelle.


La dépendance de la concentration extracellulaire en K + des courants sortants à travers les canaux Kir2.1 est régulée par le Na + et le Ca 2+ extracellulaires *

Il est connu depuis plus de trois décennies que les courants de Kir (IK1) augmente avec l'augmentation de la concentration extracellulaire de K + ([K + ]o). Bien que cette augmentation de IK1 peut avoir des impacts significatifs dans des conditions cardiaques physiopathologiques, où [K + ]o peut atteindre 18 m m et prédisposer ainsi le cœur à des arythmies ventriculaires ré-entrantes, le mécanisme sous-jacent est resté incertain. Ici, nous montrons que la pente [K + ]o dépendance de Kir2.1 médiée vers l'extérieur IK1 était dû à [K + ]o-inhibition dépendante de l'extérieur IK1 par Na + et Ca 2+ extracellulaires . Cela pourrait être expliqué par l'inhibition de Na + /Ca 2+ de IK1 par le criblage des charges de surface négatives locales. Conformément à cela, le Na + et le Ca 2+ extracellulaires ont réduit le courant monocanal sortant et n'ont pas augmenté le bruit à l'état ouvert ni diminué le temps ouvert moyen. De plus, la neutralisation des charges superficielles négatives avec un agent d'estérification carboxylate inhibe vers l'extérieur IK1 dans un [K + ] similaireo-dépendante comme Na + /Ca 2+ . Des études de mutagenèse dirigée ont identifié Asp 114 et Glu 153 comme source de charges de surface. La réduction de l'activation de K + et des effets électrostatiques de surface chez un mutant R148Y a imité l'action du Na + et du Ca 2+ extracellulaires, suggérant qu'en plus d'exercer un effet électrostatique de surface, le Na + et le Ca 2+ pourraient inhiber l'I vers l'extérieur.K1 en inhibant l'activation de K+. Cette étude a identifié des interactions de K + avec Na + et Ca 2+ qui sont importantes pour le [K + ]o dépendance de Kir2.1 médiée vers l'extérieur IK1.


Effet de l'augmentation de la concentration extracellulaire de Na+ sur la tension de repos et probabilité d'apparition d'un potentiel d'action - Biologie

À la fin de cette section, vous serez en mesure d'effectuer les opérations suivantes :

  • Décrire la base du potentiel membranaire au repos
  • Expliquer les étapes d'un potentiel d'action et comment les potentiels d'action se propagent
  • Expliquer les similitudes et les différences entre les synapses chimiques et électriques
  • Décrire la potentialisation à long terme et la dépression à long terme

Toutes les fonctions exécutées par le système nerveux, d'un simple réflexe moteur à des fonctions plus avancées comme faire un souvenir ou une décision, nécessitent que les neurones communiquent entre eux. Alors que les humains utilisent des mots et le langage corporel pour communiquer, les neurones utilisent des signaux électriques et chimiques. Tout comme une personne dans un comité, un neurone reçoit et synthétise généralement les messages de plusieurs autres neurones avant de « prendre la décision » d'envoyer le message à d'autres neurones.

Transmission d'impulsions nerveuses dans un neurone

Pour que le système nerveux fonctionne, les neurones doivent pouvoir envoyer et recevoir des signaux. Ces signaux sont possibles parce que chaque neurone a une membrane cellulaire chargée (une différence de tension entre l'intérieur et l'extérieur), et la charge de cette membrane peut changer en réponse aux molécules de neurotransmetteur libérées par d'autres neurones et à des stimuli environnementaux. Pour comprendre comment les neurones communiquent, il faut d'abord comprendre la base de la charge membranaire de base ou « au repos ».

Membranes chargées neuronales

La membrane bicouche lipidique qui entoure un neurone est imperméable aux molécules chargées ou aux ions. Pour entrer ou sortir du neurone, les ions doivent traverser des protéines spéciales appelées canaux ioniques qui traversent la membrane. Les canaux ioniques ont différentes configurations : ouvert, fermé et inactif, comme illustré dans (Figure). Certains canaux ioniques doivent être activés pour s'ouvrir et permettre aux ions d'entrer ou de sortir de la cellule. Ces canaux ioniques sont sensibles à l'environnement et peuvent changer de forme en conséquence. Les canaux ioniques qui changent de structure en réponse aux changements de tension sont appelés canaux ioniques voltage-dépendants. Les canaux ioniques voltage-dépendants régulent les concentrations relatives des différents ions à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule. La différence de charge totale entre l'intérieur et l'extérieur de la cellule est appelée potentiel de membrane.

Figure 1. Les canaux ioniques voltage-dépendants s'ouvrent en réponse aux changements de tension membranaire. Après activation, ils deviennent inactivés pendant une brève période et ne s'ouvriront plus en réponse à un signal.

Lien vers l'apprentissage

Cette vidéo traite de la base du potentiel membranaire au repos.

Le potentiel de la membrane au repos

Un neurone au repos est chargé négativement : l'intérieur d'une cellule est environ 70 millivolts plus négatif que l'extérieur (-70 mV, notez que ce nombre varie selon le type de neurone et selon l'espèce). Cette tension est appelée potentiel de membrane au repos, elle est causée par des différences de concentrations d'ions à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule. Si la membrane était également perméable à tous les ions, chaque type d'ion traverserait la membrane et le système atteindrait l'équilibre. Étant donné que les ions ne peuvent pas simplement traverser la membrane à volonté, il existe différentes concentrations de plusieurs ions à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule, comme le montre la (Figure). La différence du nombre d'ions potassium chargés positivement (K + ) à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule domine le potentiel membranaire au repos ((Figure)). Lorsque la membrane est au repos, les ions K + s'accumulent à l'intérieur de la cellule en raison d'un mouvement net avec le gradient de concentration. Le potentiel membranaire de repos négatif est créé et maintenu en augmentant la concentration de cations à l'extérieur de la cellule (dans le liquide extracellulaire) par rapport à l'intérieur de la cellule (dans le cytoplasme). La charge négative à l'intérieur de la cellule est créée par le fait que la membrane cellulaire est plus perméable au mouvement des ions potassium qu'au mouvement des ions sodium. Dans les neurones, les ions potassium sont maintenus à des concentrations élevées dans la cellule tandis que les ions sodium sont maintenus à des concentrations élevées à l'extérieur de la cellule. La cellule possède des canaux de fuite de potassium et de sodium qui permettent aux deux cations de diffuser vers le bas de leur gradient de concentration. Cependant, les neurones ont beaucoup plus de canaux de fuite de potassium que de canaux de fuite de sodium. Par conséquent, le potassium diffuse hors de la cellule à un rythme beaucoup plus rapide que le sodium n'y pénètre. Étant donné que plus de cations quittent la cellule qu'il n'y entre, cela provoque une charge négative de l'intérieur de la cellule par rapport à l'extérieur de la cellule. Les actions de la pompe sodium potassium aident à maintenir le potentiel de repos, une fois établi. Rappelons que les pompes sodium potassium amènent deux ions K+ dans la cellule tout en retirant trois ions Na+ par ATP consommé. Comme plus de cations sont expulsés de la cellule que absorbés, l'intérieur de la cellule reste chargé négativement par rapport au liquide extracellulaire. Il convient de noter que les ions chlorure (Cl – ) ont tendance à s'accumuler à l'extérieur de la cellule car ils sont repoussés par des protéines chargées négativement dans le cytoplasme.

Le potentiel membranaire au repos est le résultat de concentrations différentes à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule.
Concentration d'ions à l'intérieur et à l'extérieur des neurones
Ion Concentration extracellulaire (mM) Concentration intracellulaire (mM) Rapport extérieur/intérieur
Non + 145 12 12
K+ 4 155 0.026
Cl − 120 4 30
Anions organiques (A−) 100

Figure 2. Le (a) potentiel membranaire au repos est le résultat de différentes concentrations d'ions Na+ et K+ à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule. Une impulsion nerveuse fait entrer Na+ dans la cellule, ce qui entraîne (b) une dépolarisation. Au potentiel d'action maximal, les canaux K+ s'ouvrent et la cellule devient (c) hyperpolarisée.

Potentiel d'action

Un neurone peut recevoir une entrée d'autres neurones et, si cette entrée est suffisamment puissante, envoyer le signal aux neurones en aval. La transmission d'un signal entre les neurones est généralement réalisée par un produit chimique appelé neurotransmetteur. La transmission d'un signal à l'intérieur d'un neurone (de la dendrite à l'axone terminal) s'effectue par une brève inversion du potentiel membranaire au repos appelé potentiel d'action. Lorsque les molécules de neurotransmetteur se lient à des récepteurs situés sur les dendrites d'un neurone, les canaux ioniques s'ouvrent. Au niveau des synapses excitatrices, cette ouverture permet aux ions positifs d'entrer dans le neurone et entraîne une dépolarisation de la membrane, une diminution de la différence de tension entre l'intérieur et l'extérieur du neurone. Un stimulus d'une cellule sensorielle ou d'un autre neurone dépolarise le neurone cible à son potentiel seuil (-55 mV). Les canaux Na + dans la butte axonale s'ouvrent, permettant aux ions positifs d'entrer dans la cellule ((Figure) et (Figure)). Une fois les canaux sodiques ouverts, le neurone se dépolarise complètement jusqu'à un potentiel membranaire d'environ +40 mV. Les potentiels d'action sont considérés comme un événement « tout ou rien », en ce sens qu'une fois le potentiel seuil atteint, le neurone se dépolarise toujours complètement. Une fois la dépolarisation terminée, la cellule doit maintenant "réinitialiser" sa tension de membrane au potentiel de repos. Pour ce faire, les canaux Na+ se ferment et ne peuvent pas être ouverts. Cela commence la période réfractaire du neurone, au cours de laquelle il ne peut pas produire un autre potentiel d'action car ses canaux sodiques ne s'ouvriront pas. Dans le même temps, les canaux K + voltage-dépendants s'ouvrent, permettant à K + de quitter la cellule. Lorsque les ions K + quittent la cellule, le potentiel membranaire redevient négatif. La diffusion de K + hors de la cellule hyperpolarise en fait la cellule, en ce sens que le potentiel membranaire devient plus négatif que le potentiel de repos normal de la cellule. À ce stade, les canaux sodiques reviendront à leur état de repos, c'est-à-dire qu'ils sont prêts à s'ouvrir à nouveau si le potentiel membranaire dépasse à nouveau le potentiel seuil. Finalement, les ions K + supplémentaires diffusent hors de la cellule à travers les canaux de fuite de potassium, ramenant la cellule de son état hyperpolarisé à son potentiel membranaire de repos.

Connexion artistique

Figure 3. La formation d'un potentiel d'action peut être divisée en cinq étapes : (1) Un stimulus d'une cellule sensorielle ou d'un autre neurone provoque la dépolarisation de la cellule cible vers le potentiel de seuil. (2) Si le seuil d'excitation est atteint, tous les canaux Na+ s'ouvrent et la membrane se dépolarise. (3) Au potentiel d'action maximal, les canaux K+ s'ouvrent et K+ commence à quitter la cellule. Dans le même temps, les canaux Na+ se ferment. (4) La membrane devient hyperpolarisée à mesure que les ions K+ continuent de quitter la cellule. La membrane hyperpolarisée est en période réfractaire et ne peut pas se déclencher. (5) Les canaux K+ se ferment et le transporteur Na+/K+ restaure le potentiel de repos.

Les bloqueurs des canaux potassiques, tels que l'amiodarone et la procaïnamide, qui sont utilisés pour traiter l'activité électrique anormale dans le cœur, appelée dysrythmie cardiaque, entravent le mouvement de K + à travers les canaux K + voltage-dépendants. Quelle partie du potentiel d'action vous attendriez-vous à ce que les canaux potassiques affectent ?

Les bloqueurs des canaux potassiques ralentissent la phase de repolarisation, mais n'ont aucun effet sur la dépolarisation.

Figure 4. Le potentiel d'action est conduit vers le bas de l'axone lorsque la membrane axonale se dépolarise, puis se repolarise.

Lien vers l'apprentissage

Cette vidéo présente un aperçu du potentiel d'action.

La myéline et la propagation du potentiel d'action

Pour qu'un potentiel d'action communique des informations à un autre neurone, il doit voyager le long de l'axone et atteindre les terminaisons axonales où il peut initier la libération de neurotransmetteurs. La vitesse de conduction d'un potentiel d'action le long d'un axone est influencée à la fois par le diamètre de l'axone et par la résistance de l'axone à la fuite de courant. La myéline agit comme un isolant qui empêche le courant de quitter l'axone, ce qui augmente la vitesse d'action de la conduction potentielle. Dans les maladies démyélinisantes comme la sclérose en plaques, la conduction du potentiel d'action ralentit car le courant fuit des zones axonales précédemment isolées. Les nœuds de Ranvier, illustrés dans (Figure) sont des lacunes dans la gaine de myéline le long de l'axone. Ces espaces non myélinisés mesurent environ un micromètre de long et contiennent des canaux Na + et K + voltage-dépendants. Le flux d'ions à travers ces canaux, en particulier les canaux Na +, régénère le potentiel d'action encore et encore le long de l'axone. Ce « saut » du potentiel d'action d'un nœud à l'autre est appelé conduction saltatoire. Si les nœuds de Ranvier n'étaient pas présents le long d'un axone, le potentiel d'action se propagerait très lentement car les canaux Na + et K + devraient régénérer en permanence les potentiels d'action à chaque point le long de l'axone au lieu d'en des points spécifiques. Les nœuds de Ranvier permettent également d'économiser de l'énergie pour le neurone, car les canaux ne doivent être présents qu'au niveau des nœuds et non le long de tout l'axone.

Figure 5. Les nœuds de Ranvier sont des lacunes dans la couverture de myéline le long des axones. Les nœuds contiennent des canaux K+ et Na+ voltage-dépendants. Les potentiels d'action descendent l'axone en sautant d'un nœud à l'autre.

Transmission synaptique

La synapse ou « gap » est l'endroit où l'information est transmise d'un neurone à un autre. Les synapses se forment généralement entre les terminaisons axonales et les épines dendritiques, mais ce n'est pas universellement vrai. Il existe également des synapses axone à axone, dendrite à dendrite et axone à corps cellulaire. Le neurone transmettant le signal est appelé neurone présynaptique et le neurone recevant le signal est appelé neurone postsynaptique. Notez que ces désignations sont relatives à une synapse particulière - la plupart des neurones sont à la fois présynaptiques et postsynaptiques. Il existe deux types de synapses : chimiques et électriques.

Synapse chimique

Lorsqu'un potentiel d'action atteint la terminaison axonale, il dépolarise la membrane et ouvre les canaux Na + voltage-dépendants. Les ions Na + pénètrent dans la cellule, dépolarisant davantage la membrane présynaptique. Cette dépolarisation provoque l'ouverture des canaux Ca 2+ voltage-dépendants. Les ions calcium qui pénètrent dans la cellule initient une cascade de signalisation qui provoque la fusion de petites vésicules liées à la membrane, appelées vésicules synaptiques, contenant des molécules de neurotransmetteur pour fusionner avec la membrane présynaptique. Les vésicules synaptiques sont montrées dans (Figure), qui est une image d'un microscope électronique à balayage.

Figure 6. Cette image pseudocolorée prise au microscope électronique à balayage montre une terminaison axonale qui s'est ouverte pour révéler des vésicules synaptiques (bleues et orange) à l'intérieur du neurone. (crédit : modification du travail de Tina Carvalho, données de la barre d'échelle NIH-NIGMS de Matt Russell)

La fusion d'une vésicule avec la membrane présynaptique provoque la libération du neurotransmetteur dans la fente synaptique, l'espace extracellulaire entre les membranes présynaptique et postsynaptique, comme illustré dans (Figure). Le neurotransmetteur diffuse à travers la fente synaptique et se lie aux protéines réceptrices de la membrane postsynaptique.

Figure 7. La communication au niveau des synapses chimiques nécessite la libération de neurotransmetteurs. Lorsque la membrane présynaptique est dépolarisée, les canaux Ca2+ voltage-dépendants s'ouvrent et permettent au Ca2+ d'entrer dans la cellule. L'entrée de calcium provoque la fusion des vésicules synaptiques avec la membrane et la libération de molécules de neurotransmetteurs dans la fente synaptique. Le neurotransmetteur diffuse à travers la fente synaptique et se lie aux canaux ioniques dépendants du ligand dans la membrane postsynaptique, entraînant une dépolarisation ou une hyperpolarisation localisée du neurone postsynaptique.

La liaison d'un neurotransmetteur spécifique provoque l'ouverture de canaux ioniques particuliers, dans ce cas des canaux dépendants du ligand, sur la membrane postsynaptique. Les neurotransmetteurs peuvent avoir des effets excitateurs ou inhibiteurs sur la membrane postsynaptique, comme détaillé dans (Figure). Par exemple, lorsque l'acétylcholine est libérée au niveau de la synapse entre un nerf et un muscle (appelée jonction neuromusculaire) par un neurone présynaptique, elle provoque l'ouverture des canaux Na + postsynaptiques. Na + pénètre dans la cellule postsynaptique et provoque la dépolarisation de la membrane postsynaptique. Cette dépolarisation est appelée potentiel postsynaptique excitateur (EPSP) et rend le neurone postsynaptique plus susceptible de déclencher un potentiel d'action. La libération de neurotransmetteurs au niveau des synapses inhibitrices provoque des potentiels postsynaptiques inhibiteurs (IPSP), une hyperpolarisation de la membrane présynaptique. Par exemple, lorsque le neurotransmetteur GABA (acide gamma-aminobutyrique) est libéré d'un neurone présynaptique, il se lie aux canaux Cl – et les ouvre. Les ions Cl – pénètrent dans la cellule et hyperpolarisent la membrane, rendant le neurone moins susceptible de déclencher un potentiel d'action.

Une fois que la neurotransmission s'est produite, le neurotransmetteur doit être retiré de la fente synaptique afin que la membrane postsynaptique puisse « réinitialiser » et être prête à recevoir un autre signal. Cela peut être accompli de trois manières : le neurotransmetteur peut diffuser loin de la fente synaptique, il peut être dégradé par les enzymes de la fente synaptique ou il peut être recyclé (parfois appelé recapture) par le neurone présynaptique. Plusieurs médicaments agissent à cette étape de la neurotransmission. Par exemple, certains médicaments administrés aux patients atteints de la maladie d'Alzheimer agissent en inhibant l'acétylcholinestérase, l'enzyme qui dégrade l'acétylcholine. Cette inhibition de l'enzyme augmente essentiellement la neurotransmission au niveau des synapses qui libèrent de l'acétylcholine. Une fois libérée, l'acétylcholine reste dans la fente et peut continuellement se lier et se délier aux récepteurs postsynaptiques.

Fonction et emplacement du neurotransmetteur
Neurotransmetteur Exemple Emplacement
Acétylcholine SNC et/ou SNP
Amine biogène Dopamine, sérotonine, noradrénaline SNC et/ou SNP
Acide aminé Glycine, glutamate, aspartate, acide gamma aminobutyrique SNC
Neuropeptide Substance P, endorphines SNC et/ou SNP

Synapse électrique

Bien que les synapses électriques soient moins nombreuses que les synapses chimiques, elles se trouvent dans tous les systèmes nerveux et jouent des rôles importants et uniques. Le mode de neurotransmission dans les synapses électriques est assez différent de celui des synapses chimiques. Dans une synapse électrique, les membranes présynaptiques et postsynaptiques sont très proches les unes des autres et sont en fait physiquement connectées par des protéines de canal formant des jonctions communicantes. Les jonctions lacunaires permettent au courant de passer directement d'une cellule à l'autre. En plus des ions qui transportent ce courant, d'autres molécules, telles que l'ATP, peuvent diffuser à travers les grands pores des jonctions lacunaires.

Il existe des différences clés entre les synapses chimiques et électriques. Étant donné que les synapses chimiques dépendent de la libération de molécules de neurotransmetteur par les vésicules synaptiques pour transmettre leur signal, il existe un délai d'environ une milliseconde entre le moment où le potentiel axonal atteint la terminaison présynaptique et le moment où le neurotransmetteur conduit à l'ouverture des canaux ioniques postsynaptiques. De plus, cette signalisation est unidirectionnelle. La signalisation dans les synapses électriques, en revanche, est pratiquement instantanée (ce qui est important pour les synapses impliquées dans les réflexes clés), et certaines synapses électriques sont bidirectionnelles. Les synapses électriques sont également plus fiables car elles sont moins susceptibles d'être bloquées et elles sont importantes pour synchroniser l'activité électrique d'un groupe de neurones. Par exemple, on pense que les synapses électriques dans le thalamus régulent le sommeil lent, et la perturbation de ces synapses peut provoquer des convulsions.

Somme des signaux

Parfois, un seul EPSP est suffisamment puissant pour induire un potentiel d'action dans le neurone postsynaptique, mais souvent plusieurs entrées présynaptiques doivent créer des EPSP à peu près en même temps pour que le neurone postsynaptique soit suffisamment dépolarisé pour déclencher un potentiel d'action. Ce processus est appelé sommation et se produit au niveau de la butte axonale, comme illustré dans (Figure). De plus, un neurone a souvent des entrées de nombreux neurones présynaptiques - certains excitateurs et certains inhibiteurs - de sorte que les IPSP peuvent annuler les EPSP et vice versa. C'est le changement net de la tension de la membrane postsynaptique qui détermine si la cellule postsynaptique a atteint son seuil d'excitation nécessaire pour déclencher un potentiel d'action. Ensemble, la sommation synaptique et le seuil d'excitation agissent comme un filtre afin que le « bruit » aléatoire dans le système ne soit pas transmis en tant qu'information importante.

Figure 8. Un seul neurone peut recevoir à la fois des entrées excitatrices et inhibitrices de plusieurs neurones, entraînant une dépolarisation locale de la membrane (entrée EPSP) et une hyperpolarisation (entrée IPSP). Toutes ces entrées sont additionnées au niveau de la butte axonale. Si les EPSP sont suffisamment forts pour surmonter les IPSP et atteindre le seuil d'excitation, le neurone se déclenchera.

Connexion quotidienne

Interface cerveau-ordinateur
La sclérose latérale amyotrophique (SLA, également appelée maladie de Lou Gehrig) est une maladie neurologique caractérisée par la dégénérescence des motoneurones qui contrôlent les mouvements volontaires. La maladie commence par un affaiblissement musculaire et un manque de coordination et finit par détruire les neurones qui contrôlent la parole, la respiration et la déglutition. À la fin, la maladie peut conduire à la paralysie. À ce stade, les patients ont besoin de l'aide de machines pour pouvoir respirer et communiquer. Plusieurs technologies spéciales ont été développées pour permettre aux patients « confinés » de communiquer avec le reste du monde. Une technologie, par exemple, permet aux patients de taper des phrases en secouant la joue. Ces phrases peuvent ensuite être lues à haute voix par un ordinateur.

Une ligne de recherche relativement nouvelle pour aider les patients paralysés, y compris ceux atteints de SLA, à communiquer et à conserver un certain degré d'autonomie est appelée technologie d'interface cerveau-ordinateur (BCI) et est illustrée dans (Figure). Cette technologie ressemble à quelque chose de la science-fiction : elle permet aux patients paralysés de contrôler un ordinateur en utilisant uniquement leurs pensées. Il existe plusieurs formes de BCI. Certaines formes utilisent des enregistrements EEG à partir d'électrodes collées sur le crâne. Ces enregistrements contiennent des informations provenant de grandes populations de neurones qui peuvent être décodées par un ordinateur. D'autres formes de BCI nécessitent l'implantation d'un réseau d'électrodes plus petit qu'un timbre-poste dans la zone des bras et des mains du cortex moteur. Cette forme de BCI, bien que plus invasive, est très puissante car chaque électrode peut enregistrer les potentiels d'action réels d'un ou plusieurs neurones. Ces signaux sont ensuite envoyés à un ordinateur, qui a été formé pour décoder le signal et le transmettre à un outil, tel qu'un curseur sur un écran d'ordinateur. Cela signifie qu'un patient atteint de SLA peut utiliser le courrier électronique, lire Internet et communiquer avec les autres en pensant à bouger sa main ou son bras (même si le patient paralysé ne peut pas faire ce mouvement corporel). Des avancées récentes ont permis à une patiente paralysée enfermée qui a subi un AVC il y a 15 ans de contrôler un bras robotisé et même de se nourrir de café grâce à la technologie BCI.

Malgré les progrès étonnants de la technologie BCI, elle a également des limites. La technologie peut nécessiter de nombreuses heures de formation et de longues périodes de concentration intense pour le patient, elle peut également nécessiter une intervention chirurgicale cérébrale pour implanter les dispositifs.

Graphique 9. Grâce à la technologie d'interface cerveau-ordinateur, les signaux neuronaux d'un patient paralysé sont collectés, décodés, puis transmis à un outil, tel qu'un ordinateur, un fauteuil roulant ou un bras robotique.

Lien vers l'apprentissage

Regardez cette vidéo dans laquelle une femme paralysée utilise un bras robotique contrôlé par le cerveau pour porter un verre à sa bouche, parmi d'autres images de la technologie d'interface cerveau-ordinateur en action.

Plasticité synaptique

Les synapses ne sont pas des structures statiques. Ils peuvent être affaiblis ou renforcés. Ils peuvent être brisés et de nouvelles synapses peuvent être créées. La plasticité synaptique permet ces changements, qui sont tous nécessaires au bon fonctionnement du système nerveux. En fait, la plasticité synaptique est à la base de l'apprentissage et de la mémoire. Deux processus en particulier, la potentialisation à long terme (LTP) et la dépression à long terme (LTD) sont des formes importantes de plasticité synaptique qui se produisent dans les synapses de l'hippocampe, une région du cerveau impliquée dans le stockage des souvenirs.

Potentiation à long terme (LTP)

La potentialisation à long terme (LTP) est un renforcement persistant d'une connexion synaptique. Le LTP est basé sur le principe Hebbian : des cellules qui s'allument ensemble se connectent ensemble. Il existe divers mécanismes, dont aucun n'est entièrement compris, derrière le renforcement synaptique observé avec la LTP. Un mécanisme connu implique un type de récepteur post-synaptique du glutamate, appelé récepteurs NMDA (N-Méthyl-D-aspartate), illustré dans (Figure). Ces récepteurs sont normalement bloqués par les ions magnésium, cependant, lorsque le neurone postsynaptique est dépolarisé par plusieurs entrées présynaptiques en succession rapide (soit à partir d'un neurone ou de plusieurs neurones), les ions magnésium sont expulsés permettant aux ions Ca de passer dans la cellule postsynaptique. Ensuite, les ions Ca 2+ entrant dans la cellule initient une cascade de signalisation qui provoque l'insertion d'un type différent de récepteurs du glutamate, appelés récepteurs AMPA (acide α-amino-3-hydroxy-5-méthyl-4-isoxazolepropionique), dans le système postsynaptique. membrane, car les récepteurs AMPA activés permettent aux ions positifs d'entrer dans la cellule. Ainsi, la prochaine fois que le glutamate sera libéré de la membrane présynaptique, il aura un effet excitateur plus important (EPSP) sur la cellule postsynaptique car la liaison du glutamate à ces récepteurs AMPA permettra à plus d'ions positifs d'entrer dans la cellule. L'insertion de récepteurs AMPA supplémentaires renforce la synapse et signifie que le neurone postsynaptique est plus susceptible de se déclencher en réponse à la libération de neurotransmetteurs présynaptiques. Certaines drogues d'abus cooptent la voie LTP, et ce renforcement synaptique peut conduire à la dépendance.

Dépression à long terme (LTD)

La dépression à long terme (LTD) est essentiellement l'inverse de la LTP : il s'agit d'un affaiblissement à long terme d'une connexion synaptique. Un mécanisme connu pour provoquer une LTD implique également les récepteurs AMPA. Dans cette situation, le calcium qui pénètre par les récepteurs NMDA initie une cascade de signalisation différente, qui entraîne l'élimination des récepteurs AMPA de la membrane postsynaptique, comme illustré dans (Figure). La diminution des récepteurs AMPA dans la membrane rend le neurone postsynaptique moins sensible au glutamate libéré par le neurone présynaptique. Bien que cela puisse sembler contre-intuitif, LTD peut être tout aussi important pour l'apprentissage et la mémoire que LTP. L'affaiblissement et l'élagage des synapses inutilisées permettent de perdre des connexions sans importance et rendent les synapses qui ont subi une LTP d'autant plus fortes en comparaison.

Figure 10. L'entrée de calcium par les récepteurs NMDA postsynaptiques peut initier deux formes différentes de plasticité synaptique : la potentialisation à long terme (LTP) et la dépression à long terme (LTD). La LTP survient lorsqu'une seule synapse est stimulée à plusieurs reprises. Cette stimulation provoque une cascade cellulaire dépendante du calcium et de la CaMKII, qui entraîne l'insertion d'un plus grand nombre de récepteurs AMPA dans la membrane postsynaptique. La prochaine fois que le glutamate sera libéré de la cellule présynaptique, il se liera à la fois au NMDA et aux récepteurs AMPA nouvellement insérés, dépolarisant ainsi la membrane plus efficacement. LTD se produit lorsque peu de molécules de glutamate se lient aux récepteurs NMDA au niveau d'une synapse (en raison d'un faible taux de décharge du neurone présynaptique). Le calcium qui traverse les récepteurs NMDA initie une cascade différente dépendante de la calcineurine et de la protéine phosphatase 1, ce qui entraîne l'endocytose des récepteurs AMPA. Cela rend le neurone postsynaptique moins sensible au glutamate libéré par le neurone présynaptique.

Résumé de la section

Les neurones ont des membranes chargées car il existe différentes concentrations d'ions à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule. Les canaux ioniques voltage-dépendants contrôlent le mouvement des ions entrant et sortant d'un neurone. Lorsqu'une membrane neuronale est dépolarisée au moins au seuil d'excitation, un potentiel d'action est déclenché. Le potentiel d'action se propage ensuite le long d'un axone myélinisé jusqu'aux terminaisons axonales. Dans une synapse chimique, le potentiel d'action provoque la libération de molécules de neurotransmetteur dans la fente synaptique. En se liant aux récepteurs postsynaptiques, le neurotransmetteur peut provoquer des potentiels postsynaptiques excitateurs ou inhibiteurs en dépolarisant ou en hyperpolarisant, respectivement, la membrane postsynaptique. Dans les synapses électriques, le potentiel d'action est directement communiqué à la cellule postsynaptique par le biais de jonctions communicantes, de grandes protéines de canal qui relient les membranes pré- et postsynaptiques. Les synapses ne sont pas des structures statiques et peuvent être renforcées et affaiblies. Deux mécanismes de plasticité synaptique sont la potentialisation à long terme et la dépression à long terme.

Connexions artistiques

(Figure) Les bloqueurs des canaux potassiques, tels que l'amiodarone et la procaïnamide, qui sont utilisés pour traiter l'activité électrique anormale dans le cœur, appelée dysrythmie cardiaque, entravent le mouvement du K+ à travers les canaux K+ voltage-dépendants. Quelle partie du potentiel d'action vous attendriez-vous à ce que les canaux potassiques affectent ?

(Figure) Les bloqueurs de canaux potassiques ralentissent la phase de repolarisation, mais n'ont aucun effet sur la dépolarisation.

Questions de révision

Pour qu'un neurone déclenche un potentiel d'action, sa membrane doit atteindre ________.

  1. hyperpolarisation
  2. le seuil d'excitation
  3. la période réfractaire
  4. potentiel postsynaptique inhibiteur

Après un potentiel d'action, l'ouverture de canaux ________ voltage-dépendants supplémentaires et l'inactivation des canaux sodiques font revenir la membrane à son potentiel membranaire de repos.

Quel est le terme pour les canaux protéiques qui relient deux neurones à une synapse électrique ?

  1. les vésicules synaptiques
  2. canaux ioniques voltage-dépendants
  3. protéine de jonction lacunaire
  4. pompes échangeuses sodium-potassium

Laquelle des molécules suivantes est ne pas impliqué dans le maintien du potentiel membranaire au repos ?

Réponse libre

Comment la myéline facilite-t-elle la propagation d'un potentiel d'action le long d'un axone ? Comment les nœuds de Ranvier aident-ils ce processus ?

La myéline empêche la fuite de courant de l'axone. Les nœuds de Ranvier permettent de régénérer le potentiel d'action à des points spécifiques le long de l'axone. Ils économisent également de l'énergie pour la cellule puisque les canaux ioniques voltage-dépendants et les transporteurs sodium-potassium ne sont pas nécessaires le long des parties myélinisées de l'axone.

Quelles sont les principales étapes de la neurotransmission chimique ?

Un potentiel d'action se déplace le long d'un axone jusqu'à ce qu'il dépolarise la membrane au niveau d'un axone terminal. La dépolarisation de la membrane provoque l'ouverture des canaux Ca 2+ voltage-dépendants et l'entrée du Ca 2+ dans la cellule. L'afflux de calcium intracellulaire provoque la fusion des vésicules synaptiques contenant le neurotransmetteur avec la membrane présynaptique. Le neurotransmetteur diffuse à travers la fente synaptique et se lie aux récepteurs de la membrane postsynaptique. Selon le neurotransmetteur et le récepteur postsynaptique spécifiques, cette action peut provoquer l'entrée d'ions positifs (potentiel postsynaptique excitateur) ou négatifs (potentiel postsynaptique inhibiteur).

Décrivez comment la potentialisation à long terme peut conduire à une dépendance à la nicotine.

La potentialisation à long terme décrit le processus par lequel l'exposition à un stimulus augmente la probabilité qu'un neurone se dépolarise en réponse à ce stimulus dans le futur. L'exposition à la nicotine provoque une potentialisation à long terme des neurones de l'amygdale et active les centres de récompense du cerveau. Au fur et à mesure que l'exposition à la nicotine se poursuit, la potentialisation à long terme renforce l'activation des voies de récompense en réponse à la consommation de nicotine.


MÉTHODES

Des tranches de tissu hippocampique ont été préparées à partir de rats Sprague-Dawley mâles anesthésiés à l'éther de 120 à 260 g de poids corporel (âgés de 4 à 7 semaines). Après décapitation, le cerveau a été rapidement retiré du crâne et placé dans du liquide céphalo-rachidien artificiel (ACSF) réfrigéré pendant 1 à 2 min. Les deux hémisphères ont été séparés, un hippocampe a été isolé et des tranches transversales de 400 µm d'épaisseur ont été découpées à l'aide d'un hachoir à tissus. Les tranches ont été transférées dans une chambre d'enregistrement d'interface de style Oslo et ont été laissées au repos pendant au moins 90 minutes. La chambre d'enregistrement a été maintenue à une température de 34,5 à 35,5 °C. Il a été continuellement aéré avec 95 % d'O2-5% de CO2 (400 ml/min) et perfusé avec ACSF oxygéné (1,5 ml/min). L'hypoxie a été induite en commutant l'alimentation en gaz de la chambre à 95% N2-5% de CO2. L'échange de la solution de bain a pris environ 5 minutes et la diffusion des médicaments appliqués dans la tranche a été achevée en environ 30 minutes.


L'effet de l'oligomycine sur l'activité électrique du muscle auriculaire de la grenouille et l'effet de la variation de [Ca 2+ ]0 concentration

L'effet de l'oligomycine sur l'activité électrique dans les fibres auriculaires de grenouille a été étudié en utilisant la technique du double écart de saccharose par pince de courant et de tension. En outre, la contraction qui l'accompagne a été mesurée. Des études de pinces actuelles ont montré que l'oligomycine réduisait à la fois l'amplitude et la durée du pic du potentiel d'action, ainsi que la force contractile, l'effet augmentant avec la concentration. La récupération s'est produite après le lessivage, mais cela dépendait également de la concentration sur l'inhibiteur, la récupération n'étant pas atteinte si la concentration de l'inhibiteur dépassait une valeur donnée. La pince de tension a démontré une réduction marquée de l'amplitude du courant entrant lent et un décalage négatif des potentiels d'inversion. De plus, l'oligomycine a induit une légère augmentation du courant sortant retardé, cette augmentation ne se produisant pas dans la phase de repolarisation précoce du potentiel d'action. En présence d'oligomycine avec excès de [Ca 2+ ]0 le potentiel d'action se raccourcit, mais son amplitude augmente. Excès [Ca 2+ ]0 pendant l'inhibition, a également augmenté l'amplitude du courant entrant lent et a déplacé le potentiel d'inversion vers une valeur plus positive. Ces résultats suggèrent que lorsque le couplage de la respiration avec la phosphorylation oxydative est inhibé, le niveau d'ATP dans le sarcoplasme est diminué, entraînant une augmentation de la concentration de Ca 2+ libre intracellulaire, réduisant ainsi le gradient de concentration de Ca 2+ transmembranaire. Cela diminue la force motrice du Ca 2+ qui dépend du Ca et modifie l'amplitude du potentiel d'action, ainsi que la conductance lente du canal (qui dépend du Ca 2+) conduisant à une réduction du couplage excitation-contraction.


Mesures de potassium extracellulaire par K + -microélectrodes sélectives

Les capillaires borosilicatés à double canon ont été traités avec de l'acide sulfurique dissous dans 30% H2O, lavé et traité avec des concentrations croissantes d'acétone pour déplacer l'eau et améliorer le séchage. Les pipettes ont été séchées à 100°C et ont ensuite été tirées par un extracteur vertical PB-7 (Narishige). Des microélectrodes avec un diamètre de pointe de 3 M ont été obtenues. Le baril sensible aux ions a été traité avec du triméthyl-chlorosilane, et son extrémité a été remblayée avec la solution sélective de potassium (FLUKA cocktail "B"). Le reste du baril sélectif pour le potassium a été rempli de KCl (140 mM). Le baril de référence était rempli d'ACSF. Un amplificateur double différentiel Dagan (IX2-700) a été utilisé pour les enregistrements d'activité potassique. Les signaux ont été numérisés et stockés sur ordinateur. Le potentiel de champ a été soustrait du potentiel enregistré du baril à ions sélectifs pour disséquer la contribution attribuable aux changements de l'activité K +. Un jeu de microélectrodes a été préparé la veille des expériences. Les électrodes ont été calibrées avant et après les expériences pour vérifier leur stabilité dans le temps. La relation entre la force électromotrice lue par l'électromètre et le [K + ] correspondant a été obtenue en ajustant l'équation de Nicolsky-Eisenman aux points d'étalonnage expérimentaux. Nous avons choisi le cocktail FLUKA « B », un échangeur de fluides à base de valinomycine, pour sa plus grande sélectivité pour le potassium en présence de cations ou de médicaments interférents. Pour évaluer les effets de tous les médicaments testés sur l'accumulation de K + extracellulaire, nous avons calibré les électrodes en leur présence et en leur absence et analysé leurs performances. Ni Ba 2+ (200 M) ni DHO (5 M) n'ont affecté la pente de la réponse de l'électrode, ni n'ont causé de décalages DC de leur lecture potentielle, ce qui peut être confondu avec des changements de [K + ] extracellulaire (Ammann 1986). Chaque microélectrode sélective de K + (KSM) a été calibrée en utilisant ACSF pour laquelle l'augmentation de K + a été compensée par l'élimination de Na + isomolaire. Des concentrations de potassium de 3, 4,35, 6, 12 et 30 mM, avec ou sans le médicament en question, ont été utilisées pour l'étalonnage. Seuls les KSM montrant des pentes de 40 à 60 mV pour un changement de 10 fois de [K + ] ont été utilisés. Si, après enregistrement, il y avait une diminution de la réactivité du KSM (jusqu'à une pente de <40 mV/décade), les résultats étaient rejetés. Les KSM ont été systématiquement placés à une profondeur de 150 m dans CA3 strate pyramidale.


Propagation du potentiel d'action

Figure 4. Propagation d'un potentiel d'action le long d'un axone. Un potentiel d'action se propage dans une direction, loin du corps cellulaire et vers le bulbe terminal. Cette illustration montre quatre domaines distincts de la membrane axonale et les états conformationnels des canaux sodiques voltage-dépendants dans chaque domaine, le potentiel d'action se propageant de gauche à droite. La région de la membrane qui est dépolarisée contient des canaux sodium voltage-dépendants ouverts qui permettent l'afflux d'ions sodium. Il en résulte une augmentation du potentiel membranaire. . Cette dépolarisation déclenchera un nouveau potentiel d'action dans la région de la membrane immédiatement devant elle (région où le prochain potentiel d'action sera déclenché) par l'ouverture des canaux sodiques voltage-dépendants. Immédiatement derrière la région dépolarisée de la membrane se trouve la région réfractaire, qui ne peut pas initier un nouveau potentiel d'action. Le potentiel d'action s'est déjà produit dans cette région et les canaux sodiques voltage-dépendants restent inactifs, ils sont donc résistants à la dépolarisation membranaire dans la région adjacente et ne s'ouvrent pas. Plus en arrière, le long de l'axone, se trouve la région à l'état de repos, qui a subi un potentiel d'action et s'est rétablie de la période réfractaire et est maintenant prête pour le prochain potentiel d'action.

Le potentiel d'action se produit sur une zone relativement petite de la membrane axonale. Il se propage sur toute la longueur de l'axone par des ondes de dépolarisation et de repolarisation qui se propagent jusqu'au bulbe terminal. Chez la plupart des invertébrés, toute la longueur de l'axone est capable d'un potentiel d'action, et la dépolarisation initiale d'un petit morceau de l'axone déclenche un nouveau potentiel d'action dans la zone adjacente de l'axone. Dire que le potentiel d'action se propage le long de l'axone est quelque peu trompeur. En fait, il est régénéré à nouveau dans chaque nouveau patch de membrane s'étendant vers le terminus. De cette façon, l'amplitude du potentiel d'action n'est pas diminuée lorsqu'il se déplace le long de l'axone. Le potentiel d'action se propage car la région qui vient de produire un potentiel d'action est réfractaire pendant une brève période de temps, mais la région adjacente se dépolarise légèrement, déclenchant un nouveau potentiel d'action (voir Figure 4).

Figure 5. Un axone myélinisé. La plupart des neurones des vertébrés possèdent une gaine de myéline enroulée autour de l'axone. La gaine de myéline est composée des membranes plasmiques des cellules de soutien. Dans cet exemple de motoneurone, l'axone est entouré de cellules de Schwann. La gaine de myéline est périodiquement interrompue aux nœuds de Ranvier. Un potentiel d'action ne peut se produire qu'aux nœuds de Ranvier. La dépolarisation à un nœud déclenche un potentiel d'action dans le nœud adjacent. Les potentiels d'action se propagent vers l'ampoule terminale.

La plupart des axones des vertébrés sont recouverts de riches en lipides gaines de myéline, produit par des cellules de soutien qui agissent pour isoler l'axone et restreindre la région de l'axone qui peut produire un potentiel d'action. La gaine de myéline n'est pas continue mais présente des interruptions appelées nœuds de Ranvier. Les canaux ioniques voltage-dépendants sont regroupés à ces nœuds, où les potentiels d'action peuvent être renouvelés. In a myelinated axon, the action potential does not propagate continuously along the axon (as described above). Rather, depolarization occurs only at the nodes and the action potential at one node triggers depolarization at the next node (see Figure 5). In this fashion, the action potential is propagated along greater distances, increasing the conductance by twenty-fold.


Résultats

Action Potential Morphology

The evolution of action potential durations throughout reperfusion for each simulation are provided in Fig. 4A . Representative action potentials are shown in Fig. 5 . Inhibiting recovery produces only small changes in APD relative to control (black squares are strongly overlapped by both sets of green lines in Fig. 4 ). Interestingly, the mean APD was slightly shorter when was allowed to recover slightly to 6.4 (see Text S1).

The evolution of action potential duration (90) () (A), action potential amplitude (APA) (B), and resting membrane potential (RMP) (C) throughout reperfusion are shown for the subset of simulations shown in Fig. 3 . Values recorded at the end of preischemia, at the beginning of reperfusion (R0), and once per minute of reperfusion (R1–R10) are shown. Control and Dual Clamp simulations are represented by black squares and circles, respectively. pH Clamp and pH 7.9 simulations are represented by green circles and triangles, respectively. ATP Clamp, ATP 50, and ATP 200 simulations are represented by red circles, diamonds, and triangles, respectively. Simulations were performed using a pacing rate of 3 Hz. Results for the full set of 3 Hz simulations can be found in Text S1.

Action potentials and current traces for NCX, NaK, , , et were recorded just before the onset of ischemia, at the end of ischemia, after 1 minute of reperfusion, and after 10 minutes of reperfusion. Each panel represents 333 ms (the cycle length used in these simulations). Within each row, the scales of all four panels are shown to the far left. Control and Dual Clamp simulations are represented by black solid and dashed lines, respectively. pH Clamp and pH 7.9 simulations are represented by green dashed and solid lines, respectively. ATP Clamp, ATP 50, and ATP 200 simulations are represented by red dashed, dotted, and solid lines, respectively. For panels in the first two columns, all lines are superimposed, as the simulation protocols differed only after the onset of reperfusion.

On the other hand, phosphometabolites played a much more significant role in the evolution of action potential duration during reperfusion. In particular, most of the effects seen in the Dual Clamp simulation appear to be caused by reductions in ATP and PCr availability (strong overlap between black circles and red circles in Fig. 4 ). Also, there is a clear relationship between the amount of ATP and PCr made available during reperfusion and APD. It was noted that unless more ATP and PCr were made available than during the control simulation, APD would increase over the first two minutes of reperfusion, then fall toward a lower steady state value.

In Fig. 4B , action potential amplitudes (APA) are reported for every minute of reperfusion for each simulation, along with the starting preischemic value. As was the case for APD, phosphometabolites appear to play a bigger role in restoring normal amplitude than does pH. For both pH and phosphometabolites, there was a direct relationship between the end-reperfusion target values and mean APA. Also, as with APD, in many simulations there was an initial increase over the first two minutes of reperfusion, followed by a decrease. The presence and severity of this decrease depended on how much ATP and PCr were made available during reperfusion (red lines), or to a lesser degree, the amount of pH recovery (green lines).

The evolution of resting membrane potential (RMP) throughout reperfusion in each simulation is presented in Fig. 4C . Again, phosphometabolite availability during reperfusion appears to play a bigger role than does the extent of pH recovery. There are straightforward relationships between RMP during reperfusion and pH recovery and phosphometabolite availability. These relationships are mediated by intracellular potassium, which as discussed later, depends on NaK function.

Fig. 6 presents the mean APD, APA, and RMP during reperfusion for each of the seven simulations summarized in Fig. 3 at three different pacing rates. Action potential characteristics and ion homeostasis are all rate-dependent, so differences would be expected between pacing rates. However, despite these differences, the trends across the seven pacing protocols were the same for all three pacing rates. The shortest action potential durations and amplitudes were observed in the Dual and ATP Clamp protocols, regardless of pacing rate, while the largest durations and amplitudes were observed in the ATP 200 protocol. Similarly, RMP was most depolarized in the Dual Clamp simulations, regardless of pacing rate, while hyperpolarization was greatest with the ATP 200 protocol.

Moyenne , APA and RMP during reperfusion.

Each of the seven simulation protocols summarized in Fig. 3 were run at three pacing rates: 2 Hz (blue), 3 Hz (red), and 4 Hz (green). For each simulation, the mean APD (A), APA (B), and RMP (C) were calculated for the 10 minutes of reperfusion. For each pacing rate, the mean and APA values are normalized to the control simulation. Mean values for the full set of simulations that were run using a pacing rate of 3 Hz can be found in Text S1.

In summary, the extremes of action potential morphology were associated with the most extreme perturbations to ATP and PCr availability during reperfusion. Alterations to action potential morphology differ relatively little from control whether is clamped at its end-ischemic value or forced to an even higher value than control during reperfusion. In contrast, changes in action potential morphology when ATP and PCr availability are clamped at end-ischemic values are similar to those seen when both pH and phosphometabolites are clamped (Dual Clamp). These observations suggest that phosphometabolite status plays a larger role than pH during reperfusion.

Transmembrane Currents

For each simulation, we calculated the mean current through all 17 electrogenic transmembrane flux sources over the 10 minutes of simulated reperfusion. These values are reported in tables in Text S1. In each table, mean currents for the control and dual clamp (both and phosphometabolites clamped at end-ischemic values) simulations are also provided. These mean currents were normalized to their corresponding control values and are illustrated in Fig. 7 for the simulations shown in Fig. 3 (3 Hz only).

For each of 17 transmembrane currents, mean current in each simulation summarized in Fig. 3 is normalized to the corresponding control. Currents that are directly modulated by pH and/or phosphometabolite concentrations are shown in red boxes. Simulations were run using a pacing rate of 3 Hz. Mean currents for the full set of 3 Hz simulations are provided in Text S1.

Unsurprisingly, both NCX and NaK experienced substantial reductions in current when recovery was inhibited ( Fig. 7A (purple and light blue)). Both of these exchangers saw an approximate 40 percent reduction in mean current when was clamped, and demonstrated a direct relationship between mean current and the amount of pH recovery allowed. Currents through the L-type calcium channel ( Fig. 7B (blue, red, and green)) and, to a lesser extent, ( Fig. 7D (light blue)) manifested changes when different degrees of pH recovery were allowed. Pour , these effects result from differences in ADP concentration (this current is sensitive to changes in ADP, which in turn responds to changes in pH), but for , which is not modulated by ADP in our model, these effects can only be the result of changes in ion concentrations and hence driving force. Additional currents, not subject to direct modulation by either pH or phosphometabolites, exhibited substantial alterations in mean current: ( Fig. 7B (purple)), ( Fig. 7C (green)), ( Fig. 7D (red)), and ( Fig. 7D (purple)). Individual current traces for NCX, NaK, and are shown below their corresponding action potentials in Fig. 5 .

When phosphometabolite availability was altered during reperfusion, some of the most dramatic results were observed in components sensitive to phosphometabolite concentrations. NaK ( Fig. 7A (purple)) and L-type calcium channel currents ( Fig. 7B (blue, red, and green lines)) experienced greater than 80 percent reductions in mean current at the lowest ATP and PCr concentrations. However, other currents exhibited significant changes despite not being modulated by phosphometabolites. Notably, NCX current changes were nearly identical to those exhibited by NaK ( Fig. 7A (purple and light blue, respectively)). En outre, , et exhibited marked reductions in mean current ( Fig. 7D (dark blue, red and green lines, respectively)) at low concentrations of ATP and PCr. Conversely, these currents, especially , increased above control values when ATP and PCr concentrations were increased to levels greater than the control scenario. was dramatically greater during reperfusion in the ATP 200 simulation (see Fig. 5 , bottom row). This appears to be due to the fact that the equation determining reversal potential for this current (adopted from [15]) includes a term for intracellular sodium concentration, which was significantly lower in these simulations.

In summary, the largest alterations to transmembrane current were seen in NCX, NaK, , et . Additionally, the effects were more severe when phosphometabolite status was perturbed during reperfusion than when pH recovery was perturbed.

Ion Concentrations and pH

When pH recovery was inhibited or phosphometabolite concentrations were not allowed to return to their control values during reperfusion, intracellular sodium concentrations were elevated relative to control ( Fig. 8A ). Conversely, sodium concentrations were lower than control when either pH recovered to a more basic value or higher concentrations of ATP and PCr were allowed. Reducing phosphometabolite availability tended to produce higher peak concentrations than impairing pH recovery. With regard to mean sodium load, phosphometabolite reductions appear to play a more significant role than pH — the differences between the dual clamp simulation and pH and ATP clamp simulations were 4.30 and 0.82 mM, respectively.

Each of the seven simulation protocols summarized in Fig. 3 were run using three pacing rates: 2 Hz (blue), 3 Hz (red), and 4 Hz (green). For each simulation, the peak (circles) and mean (squares) concentrations of intracellular sodium (A) and calcium (B) were recorded during reperfusion. Results for the full compliment of 3 Hz simulations can be found in Text S1.

Inhibiting pH recovery or ATP and PCr during reperfusion produced similar peak intracellular calcium loads, although these maximum loads occurred not when any of the parameters were clamped at their end-ischemic values (i.e. pH and ATP Clamp simulations), but rather when a partial recovery of pH was allowed or the end-reperfusion target for ATP and PCr was somewhere between the end-ischemic clamp and the control protocol ( Fig. 8B (circles) and see Text S1). In terms of mean calcium load, the highest concentration was observed when extracellular pH was clamped at its end-ischemic value ( Fig. 8B (squares)). Allowing extracellular pH to recover to a more basic value, or allowing more ATP and PCr during reperfusion, resulted in lower calcium concentrations relative to control. The dual clamp simulation also produced lower peak calcium load than control, but mean calcium load was slightly higher than control and SR calcium was relatively depleted (not shown). This loss of dynamic range is not surprising, as calcium-handling components of the model are inhibited by low pH and ATP availability.

The relationships between perturbations to pH and phosphometabolite status and sodium and calcium loads persisted across the three pacing rates that we investigated. As can be seen in Fig. 8A , the highest sodium loads were observed in the Dual and ATP Clamp simulations at all pacing rates. Similarly, the lowest sodium loads at all three rates were observed in the ATP 200 simulations. The same was true for intracellular calcium load ( Fig. 8B ) general trends across the seven simulation protocols persisted regardless of the pacing rate used.

Inhibiting extracellular pH recovery or phosphometabolite availability reduced mean intracellular potassium load throughout reperfusion ( Fig. 9A ), though impaired phosphometabolite recovery produced a more substantial effect.

(A) Mean intracellular potassium concentrations. (B) Mean intracellular pH (blue diamonds) and pH after 10 minutes of reperfusion (red squares). These simulations (summarized in Fig. 3 ) were run using a pacing rate of 3 Hz. Full results can be found in Text S1.

As expected, allowing higher end-reperfusion extracellular pH targets was associated with higher end-reperfusion and mean intracellular pH values ( Fig. 9B and Text S1). On the other hand, inhibiting phosphometabolite availability resulted in trivial changes to intracellular pH recovery during reperfusion. The lowest mean and end intracellular pH values were observed in the dual clamp and pH clamp simulations, with the dual clamp scenario resulting in slightly lower pH values. Also, these were the only two simulations in which the end pH ( Fig. 9B (red squares)) was lower than the mean pH (blue diamonds). This appears to be related to the fact that even when extracellular pH is clamped at its end-ischemic value, there is still a significant, albeit temporary recovery in intracellular pH during the first two or so minutes of reperfusion. Following this recovery, abruptly decreases, falling to levels slightly lower than observed at the beginning of reperfusion ( Fig. 10 (red and green lines)). This transient recovery is likely created by a washout of extracellular carbon dioxide, allowing a rapid decrease in intracellular carbon dioxide levels. There may also be a smaller contribution from increased bicarbonate flux through the NBC as extracellular bicarbonate is replenished during reperfusion.

Intracellular pH values during simulated ischemia (gray region) and reperfusion are shown for simulations in which extracellular pH was clamped at the end-ischemic value (green and red lines) or allowed to recover to a specified target (blue, purple, and brown lines). Extracellular pH profiles for these simulations can be seen in Text S1.

Mean ADP concentrations during reperfusion are reported in Text S1. Of note is the mean concentration in the phosphometabolite clamp simulation (𠇊TP Clamp”). This extraordinarily high concentration is caused by the fact that intracellular pH is allowed to recover (as opposed to the dual clamp simulation) but ATP and PCr are held at their low end-ischemic concentrations. The relationship between ATP, PCr, intracellular pH, and ADP can be seen in Text S1 (Eq. S6). When intracellular pH is allowed to recover, relatively low proton concentrations, together with low PCr concentration (which is substantially greater than ATP concentration and thus plays a bigger role), result in a high concentration of ADP.

In summary, suppressing either pH recovery or the recovery of ATP and PCr during reperfusion was associated with elevated concentrations of intracellular sodium and calcium, though the correlation was weaker for the latter. Making more ATP and PCr available than in the control simulation was associated with reduced sodium and calcium loads.


MÉTHODES

Computational Methods

The Markov formulation of NaV1.1 IN / A ( Fig. 1 ) is an extension of the Clancy-Rudy model of the cardiac Na + channel (Clancy and Rudy, 1999, 2002) based on modeling efforts by Horn and Vandenberg (Horn and Vandenberg, 1984 Vandenberg and Horn, 1984).

Markov model of the WT brain Na + channel isoform NaV1.1. The model contains nine coupled states that represent channel activation, inactivation, and recovery from inactivation. Voir le texte pour les détails.

Modeling macroscopic currents

Macroscopic current density is given by

PO,s is the sum of all channel open probabilities, Vm is the membrane potential, and Etour is the reversal potential. gs is the maximum membrane conductance density (channel density (σ) times the unitary channel conductance (gs)).

The changes in channel-state probabilities are described by first-order differential equations. En supposant N discrete channel states, then the probability of the channel residing in a particular state Pje at any time satisfies

Les Nth state probability can be determined as the difference between 1 and the sum of the other N − 1 state probabilities. The voltage- (Vm) dependent rate constants, kje, describe the transition from state je to state j. Initial conditions are obtained by finding values for state probabilities from the steady-state equation

Assuming that the probability in each state je at time tm est

dPje is calculated at each time step. Picard iterates are computed by a second order Runge-Kutta procedure to obtain the dynamic values of Pje. The steady-state probability is used for Pje(t0) by allowing the simulated cell to rest until equilibrium is achieved (no change in computed parameters).

Single-channel gating

Stochastic properties of individual ion channels can be simulated as follows:

Given a simplified two-state model C ←→ O, where at time = 0, the rate constant for the forward transition is aa and the rate for the reverse transition is bb, the channel resides in the C (closed) state, then the probability that the channel will transition to the O (open) state is determined by e −(aa)T = r, où T = dans(r)/−aa, où r is a random number between 0 and 1. When time = T, then the channel will make a transition. The random number is generated by the computer function that is seeded by the internal clock, thereby ensuring that the sequence of random number generation is distinct each time. Microscopic reversibility was ensured by fixing the products of the forward and reverse transition rates in closed loops of the model.

All the simulations were encoded in C/C++ using Apple Developer Tools (Apple, Cupertino, CA). Simulations were implemented (double precision) on an Apple Macintosh dual 800MHz G4 processor running Apple OS X. Computer code used for computations in this article is available upon request by e-mailing [email protected] Digitizelt software (ShareIt! Inc., Greensburg, PA) was used to extract experimental data from published plots.


DISCUSSION

In this study, we have constructed a novel model specific to rabbit Purkinje electrophysiology by integrating all experimental data available in the literature. The model was tested by performing a sensitivity analysis and comparing simulation results with experimental recordings in physiological conditions and under a variety of pharmacological interventions, including those key to the investigation of EAD mechanisms. This is the first model of rabbit Purkinje electrophysiology that is based specifically on rabbit data and that has been validated and tested using a sensitivity analysis. Some of the most recently published Purkinje models (1, 38) are based mainly on modifications of ventricular models. These apparently are not capable of reproducing EADs often observed in Purkinje preparations, even after large (up to 5 times) increases in L-type Ca 2+ conductance. One recent model of Purkinje electrophysiology (33) is primarily based on kinetic data from human ion channel isoforms.

The model presented here reproduces the low safety factor repolarization process of rabbit Purkinje cells. As a consequence, it allows insights into the effects of drug-induced changes in ionic current conductances as well as EAD generation and suppression.

Under physiological conditions, the AP morphology and duration of rabbit Purkinje cardiomyocytes, as well as rate dependence, are strongly determined by Na + and K + current properties, and specifically jeNaL, jeK1, et jeKr. However, changes on those currents of even up to 400% do not lead to EAD generation in rabbit Purkinje cells (Fig. 5). In contrast, our results reveal that alterations in L-type Ca 2+ current properties are essential for the generation of EADs in rabbit Purkinje cells (Fig. 5) even though their effect on rabbit Purkinje electrophysiology is small under physiological conditions.

Increased Ca 2+ influx caused by large GCaL is essential for EAD formation in both rabbit Purkinje isolated cardiomyocytes and fibers (Fig. 6). This finding explains experimental findings reporting EADs caused by β-adrenergic stimulation with 1 μM isoproterenol in rabbit Purkinje myocytes (16) and also EAD suppression with verapamil in rabbit Purkinje fiber strands (30). January and Riddle (18) also showed that the jeCaL agonist Bay K 8644 induced EADs in sheep Purkinje preparations, whereas Cordeiro et al. (8) also implicated Ca 2+ influx in EAD generation by reporting a rise in peripheral Ca 2+ transient during EAD in rabbit Purkinje preparations. Experimental findings therefore are consistent with the simulation results.

For ventricular myocytes, mathematical models have been used to elucidate the mechanisms of EAD generation and suppression. L-type Ca 2+ channels were predicted to be involved in EAD dynamics by several investigators. For example, Priebe and Beuckelmann (27) concluded that, in their model of a human ventricular myocyte, EAD are primarily carried by a Ca 2+ current. Similarly, Ca 2+ entry through L-type Ca 2+ channel was suggested to play a key role in EAD formation during hypoxia (14) in a guinea pig mathematical cell model. Nevertheless, important differences in the underlying mechanisms of EAD generation between ventricular and Purkinje myocytes seem to exist. For example, Clancy and Rudy (5) predicted EAD formation in the presence of a Na + channel mutation leading to LQT syndrome without any L-type Ca 2+ channel alteration. The differences could be because of the different Ca 2+ dynamics in the two cell types: the regulatory action of Ca 2+ released from the sarcoplasmic reticulum in the presence (ventricles) or absence (Purkinje) of a T tubular structure could possibly explain why, in ventricular models, it is possible to generate EAD without direct interventions on L-type channels. According to our simulations, an increase in GCaL is necessary for EAD generation in Purkinje cells, while jeCaL voltage-dependent inactivation dynamics act as a modulator. Therefore, fast inactivation dynamics (small τCaL values) promote EAD formation in rabbit Purkinje cells, and slow voltage-dependent inactivation (large τCaL) can suppress them, even in the presence of large GCaL (Fig. 7).

Because this model is intended to focus on the interactions between ionic currents, Ca 2+ dynamics, and transmembrane potential, we did not include any description of intracellular pathways or effects of interactions between cytoplasm and the nucleus as well as between cytoplasm and mitochondria. It is recognized that such interactions could have nonnegligible effects on the electrophysiology of the cell on certain circumstances. An extended version of this model with more detailed descriptions of intracellular processes might be useful for addressing specific questions regarding the relationship between the AP and such intracellular processes.

The mechanisms of EAD formation are similar in rabbit Purkinje isolated cells and fibers. However, intercellular coupling is a strong modulator because of electrotonic flow of current. The parameter space comprising pairs of GCaL and τCaL values resulting in EADs is reduced in rabbit Purkinje fibers compared with isolated cells (Fig. 6). This finding is in good agreement with previous studies by Huelsing et al. (16) reporting suppression of isoproterenol-induced EAD in isolated rabbit Purkinje myocytes coupled to an electrical resistance. In fact, our results show that an increase in only GCaL can result in EADs in rabbit isolated cells, whereas a simultaneous increase in GCaL and decrease in τCaL is required for EAD generation in rabbit Purkinje fibers (Fig. 6, bas).

Recent studies have suggested that the efficacy of β-blockers as an anti-arrhythmic agent can be explained by EAD suppression in ventricular myocytes. Our findings suggest that their efficacy could also be related to reduction of Ca 2+ entry and EAD likelihood in Purkinje electrophysiology. Our study has focused on rabbit Purkinje electrophysiology due to the availability of experimental data (as well as the lack of human data) and the known similarity of rabbit and human electrophysiology. Although extrapolation of our findings to humans needs to be made with caution, our study suggests that pharmacological interventions that decrease Ca 2+ influx (by reducing Ca 2+ channel conductance or suppressing adrenergic stimulation) or that slow down jeCaL inactivation dynamics could be effective in preventing the appearance of proarrhythmic repolarization abnormalities and arrhythmias originating in Purkinje cells.


Voir la vidéo: Regulation de la respiration-Physiologie. (Janvier 2022).